Вы здесь

Морфологічні особливості перебігу ранового процесу в оперованих матці та її придатках при застосуванні шовного матеріалу біофілу (анатомо-експериментальне дослідження).

Автор: 
Талаш Валентин Васильович
Тип работы: 
Дис. канд. наук
Год: 
2004
Артикул:
0404U004378
99 грн
(320 руб)
Добавить в корзину

Содержимое

РОЗДІЛ 2
МАТЕРІАЛ І МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ

2.1. Матеріал дослідження

При виконанні дослідження нами вивчались процеси репаративної регенерації в тканинах матки та її придатків в дослідах на 75 кролицях породи шиншила, вагою від 3200 до 4500 грамів.
Для виконання поставлених завдань тварини, яким виконували операції на внутрішніх статевих органах були обстежені перед оперативним втручанням, під час операції та у післяопераційному періоді. Основну групу склали 25 кролиць; у них під час операції застосовували шовний матеріал біофіл. Групу порівняння №1 склали 25 кролиць, яким зашивання оперованих органів проводили кетгутом, і групу порівняння №2 склали 25 кролиць, яким застосовували синтетичний шовний матеріал вікрил.

2.2. Умови та спосіб оперативних втручань на тваринах

Оцінка впливу різних ХШМ на реакцію тканин проводилась методом вивчення морфологічних змін в зоні шва [78, 232].
Для визначення впливу досліджуваних ХШМ на перебіг раневого процесу проводили порівняльні морфологічні і гістохімічні дослідження шматочків тканин матки, яєчників і труб, зашитих біофілом, кетгутом і вікрилом.
Дослідження проводилось на 75 кролицях породи шиншила, вагою від 3200 до 4500 г. Тварини утримувались в умовах віварію на звичайному харчовому і світловому режимі. Перед використанням в експерименті тварин витримували на 2-тижнєвому карантині для виключення хворих осіб. Під час оперативного втручання для порівняння використовували в якості ХШМ біофіл, кетгут та вікрил.
Операцію виконували під загальним знеболюванням шляхом внутрішньоплеврального введення 2 мл 2,5% розчину тіопенталу натрію, а через 15-20 хвилин внутрішньовенно вводили 1-2 мл вищевказаного розчину. Черевну стінку голили бритвою типу "Нева" у станку. Після дворазової обробки операційного поля 5% спиртовим розчином йоду і обкладання стерильними серветками, черевну стінку розтинали пошарово в нижній третині. Матку та її придатки виводили в операційну рану та відмежовували від сусідніх органів стерильними серветками, змоченими розчином фурациліну. На матці та трубах виконували розрізи довжиною 1,5-2 см, на яєчниках - 0,5-1,0 см. Зашивали матку та її придатки тваринам відповідно групам досліджень шовними матеріалами (біофіл, кетгут, вікрил) через усі шари. Проводили контроль гемостазу. В черевну порожнину одноразово вводили 200 тис МО стрептоміцину. Черевну стінку пошарово зашивали вузловими швами тими ж шовними матеріалами. На шкіру накладали шовкові шви, асептичну пов'язку. Протягом перших 10 діб за тваринами проводили щоденні спостереження. Шовкові шви на шкірі знімали на 9-ту добу.
Тварин виводили з експерименту створенням повітряної емболії в запрограмовані терміни на 3, 6, 9, 12, 15, 45, 60 та 180 добу після операції. Вивчення перебігу раневого процесу в оперованих органах проводилось шляхом морфологічних і гістохімічних досліджень.
Розподіл тварин за термінами спостережень наведені в таблиці 2.1.

Таблиця 2.1.

Розподіл піддослідних тварин за термінами спостереження
Термін спосте-реження ОГГП № 1ГП №2Кількість досл. тварин№№ дослідівКількість досл. тварин№№ дослідівКількість досл. тварин№№ дослідів3366, 67, 68369, 70, 71372, 73, 746357, 58, 59360, 61, 75363, 64, 659348, 50, 51349, 52, 53354, 55. 5612339, 40, 41343, 45, 46342, 44, 4715330, 32, 33331, 34, 35336, 37, 3845320, 21, 22323, 24, 26425, 27, 28, 2960311, 12, 14413, 15, 16, 62317, 18. 1918041, 2, 3, 435, 6, 737, 9. 10
2.3. Морфо-функціональні методи

Для наукового спостереження за тваринами досліджуваних груп нами були розроблені спеціальні карти, куди заносились дані, що стосувались досліджень піддослідних тварин. Особлива увага приділялась безпосередньо оперативному втручанню. Відмічались особливості проведення наркозу, загальний стан органів черевної порожнини, особливості зашивання оперованих органів, загальна крововтрата. Величину крововтрати вимірювали гравіметричними методами. Характеризувався також і післяопераційний період: перед операцією, на 3, 5, 7 доби післяопераційного періоду проводили забір крові та проводили загальний аналіз крові, ступінь анемії, ускладнення в післяопераційному періоді, підвищення температури тіла.
Напередодні оперативного втручання та в післяопераційному періоді вимірювали артеріальний тиск, температуру тіла, проводили дослідження пульсу, частоти дихальних рухів. Відмічали стан післяопераційної рани та швів на шкірі, поведінку тварин, активність, особливості харчування.
Після розтину передньої черевної стінки проводили макроскопічне дослідження матки та її придатків. У протокол заносили дані про розвиток злукового процесу в нижньому поверсі черевної порожнини, положення внутрішніх статевих органів, стан швів, макроскопічні ознаки запалення. Комплекс внутрішніх статевих органів фотографували при природному освітленні та у світлі первинної люмінесценції за методикою В.Х. Анестедіаді (1967). Фотознімки у світлі первинної люмінесценції виконували при освітленні об'єкту люмінесцентними лампами ЛУФ-4, захищеними синіми світлофільтрами УФС-3. Ультрафіолетові промені збуджували первинну флуоресценцію освітлених органів з боку серозної оболонки. Зони крововиливів та прижиттєвого некрозу тканини гасили первинну флуоресценцію у вигляді різних відтінків коричневого кольору. Фотозйомки виконували дзеркальним фотоапаратом "Зеніт Е", нерухомо зафіксованим на штативі до столу. Використовували чорно-білу фотоплівку фірми "СВЕМА", чутливістю 65 одиниць ГОСТа, при діафрагмі 8 і експозиції 1/3 (загальний вигляд при природному освітленні) і В (2 хвилини) - в ультрафіолетових променях.
З ділянки біофілового, кетгутового та вікрилового швів вирізали поперечні шматочки тканин довжиною 0,5 см та фіксували їх у 10% нейтральному розчині формаліну і розчині Карнуа. Після парафінової проводки виготовляли зрізи на мікротомі і виконували мікроскопічне дослідження. Для ог